负染色法的负染色法

负染色法(negative staining)染色处理过程主要并非针对菌体本身，故又称“衬托染色法”。是一种易于在电子显微镜下观察试样的微细结构的方法。它是用磷钨酸钠、醋酸氧铀等电子密度高的物质，嵌入生物试样的间隙，根据产生的对比进行观察，而非原来意义上的物质染色。它与通常在电子显微镜中所得的阳面物像不同，而是阴面物像，因而有此名称。解像力可达0.5微米以下。

最早由S.Brenner和R.Horne，（1959）用于 ，以后利用此法很快地积累了病毒、细菌以及分层蛋白质的微细结构等方面的知识。

负染色法需要使用酸性染料来染色，如伊红或苯胺黑。因为细菌体表面带负电，而酸性染料的色原也带负电，所以色原只能将背景染色。没有染色的细胞在染色背景下就能很容易的观察到。在负染色法中，标本不需要热固定，细胞不会因为化学药物的影响而变形，对于不易染色的细菌或病毒也能观察。

负染色法 此种染色法之染色处理过程主要并非针对菌体本身，故又称「间接染色法」。 所用之染剂系因阴离子呈色，所以无法对同样带阴电荷之菌体细胞呈色，而于染色处理时会在细胞周围形成沉淀，这种情形即称为阴性或间接染色。又称背景染色法

①快速冷冻，用致冷剂（如液氮、液体氟利昂、液体丙烷等）或其他方法使生物材料急剧冷冻，使组织和细胞中的水只能冻结成体积极小的冰晶甚至无定形的冰──玻璃态。这样，细胞结构不致被冰晶破坏，生物大分子可保持天然构型，酶及抗原等能保存其生物活性，可溶性化学成分（如小分子有机物和无机离子）也不致流失或移位。用冷冻的组织块，可进行切片、冷冻断裂、冷冻干燥和冷冻置换等处理。用此法固定的样品既可提供组织、细胞结构的形态学信息，又可提供相关的细胞化学信息。②化学固定，固定剂有凝聚型和非凝聚型两种，前者如光学显微术中常用的乙醇、二氯化汞等，此法常使大多数蛋白质凝聚成固体,结构发生重大变化,常导致细胞的细微结构出现畸变。非凝聚型固定剂包括戊二醛、丙烯醛和甲醛等醛类固定剂和四氧化锇，四氧化钼等，适用于电子显微。它们对蛋白质有较强的交联作用,可以稳定大部分蛋白质而不使之凝聚,避免了过分的结构畸变。它们与细胞蛋白质有较强的化学亲和力，固定处理后，固定剂成为被固定的蛋白质的一部分。如用含有重金属元素的固定剂四氧化锇（也是良好的电子染色剂）进行固定，因为锇与蛋白质结合，增强了散射电子的能力，提高了细胞结构的反差。采用一种以上固定剂的多重固定方法，如采用戊二醛和四氧化锇的双固定法，能较有效地减少细胞成分的损失。此外，固定剂溶液的浓度、pH及所用的缓冲剂类型、渗透压、固定时间和温度等对固定效果都有不同程度的影响。

固定操作方法通常是先将材料切成 1立方毫米左右小块，浸在固定液中，保持一定温度（通常为4℃）,进行一定时间的固定反应。取材操作要以尽可能快的速度进行，以减少组织自溶作用造成的结构破坏。对某些难以固定的特殊组织，如脑、脊髓等，最好使用血管灌注方法固定，即通过血管向组织内灌注固定液，使固定液在组织发生缺氧症或解剖造成损伤之前，快速而均匀地渗透到组织的所有部分。灌注固定的效果比浸没固定好得多。

脱水化学固定后，将材料浸于乙醇、丙酮等有机溶剂中以除去组织的游离水。为避免组织收缩，所用溶剂需从低浓度逐步提高到纯有机溶剂，逐级脱水。

浸透脱水之后，用适当的树脂单体与硬化剂的混合物即包埋剂，逐步替换组织块中的脱水剂，直至树脂均匀地浸透到细胞结构的一切空隙中。

包埋浸透之后,将组织块放于模具中,注入树脂单体与硬化剂等混合物，通过加热等方法使树脂聚合成坚硬的固体。用作包埋剂的树脂有甲基丙烯酸酯、聚酯和环氧树脂等。最广泛使用的是某些类型的环氧树脂，如618树脂、Epon812、Araldite和 Spurr等商品树脂。它们具有良好的维持样品特性、低收缩率和较强的耐电子轰击能力等优点。

切片制备超薄切片要使用特制超薄切片机（大多是根据精密机械推进或金属热膨胀推进原理制成）和特殊的切片刀（用断裂的玻璃板制成的玻璃刀或用天然金刚石研磨而成的金刚石刀）。先将树脂包埋块中含有生物材料的部分，用刀片在立体显微镜下修整成细小的金字塔形,再用超薄切片机切成厚度适中（500埃左右）的超薄片，切片应依次相互联接形成切片带。切片带漂浮于装在切片机上的水槽中的水面上。

通过装置在切片机上的解剖显微镜，监控切片过程。用荧光灯照射水面上的切片，并根据由此产生的干涉光颜色来判断切片的实际厚度（见表）。

切片通常用敷有薄的支持膜的特制金属载网，从水面上捞取。快速冷冻固定的生物材料，可用冷冻超薄切片装置制成切片。用醛类或冷冻方法固定的组织，可通过超薄切片术与生物化学技术、免疫技术等结合使用,进行超微结构水平上的蛋白质、核酸、酶及抗原等生物活性物质的定位甚至定量研究。这就是电镜细胞化学技术（见细胞化学）和电镜免疫细胞化学技术。

染色电子显微镜主要是依赖散射电子成像，为了增强细胞结构的电子反差，需要对切片进行染色。染色是依据各种细胞结构与染色剂（重金属盐）结合的选择性，而形成不同的对电子散射能力，从而产生借以区别各种结构的反差。电子染色方法分块染色和切片染色两种：①块染色法，在脱水剂中加入染色剂，在脱水过程中对组织块进行电子染色。②切片染色法，最常用，即将载有切片的金属载网漂浮或浸没在染色液中染色。也可使用有微处理机控制的染色机进行自动化染色。一般切片染色所使用的染色剂为金属铀盐和铅盐的双重染色。为显示某种特殊结构，则可采用与该结构有特异性结合的选择性染色剂。

冷冻置换法用有机溶剂（如丙酮、乙醚等）在低温条件下（通常，-80～-90℃），缓慢地置换冷冻固定的小块组织中的冰（“惰性脱水”），这样可减少常规方法脱水过程中有机溶剂对组织中化学组分的抽取。然后再按常规方法进行树脂包埋、超薄切片和染色等。用冷冻置换法，可以很好地保存快速变化过程中物质的状态和非常脆弱的超微结构以及细胞内某些化学组分。

电镜放射自显影技术用超薄切片术与放射性同位素标记技术相结合的电镜放射自显影术(见同位素技术)可获得同位素标记的化合物在组织细胞内存在部位，以及在代谢过程中物质的合成、分解、转运及分泌的信息。

负染色和投影技术 研究分散的颗粒状生物材料,为增强其反差，常采用的方法。

负染色研究以蛋白质为主要成分的颗粒状材料的最常用方法。以某些在电子束轰击下稳定而又不与蛋白质相结合的重金属盐类作为负染色剂，使之在支持膜上将颗粒材料包围，形成具有高电子散射能力的背景，衬托出低电子散射能力的颗粒的形态细节。其所成的电子显微像的反差与常规电子染色相反，即暗的背景和亮的颗粒形态的所谓阴性反差。负染色方法简便，所获得的颗粒的电子显微图像反差强,分辨率也高于超薄切片,可广泛用于研究蛋白质分子、细菌鞭毛、蛋白质结晶，以及生物膜及分离的细胞的细微结构，特别适用于蛋白质大分子及病毒颗粒结构的三维重建研究。常用的负染色剂有醋酸铀、磷钨酸钠或磷钨酸钾、 硅钨酸、 铜酸铵及甲酸铀等。用液滴法或喷雾法将颗粒材料的悬液加在载网的支持膜上，然后滴加负染色剂溶液。或将颗粒的悬液与负染色剂按一定浓度混合滴加或喷撒到支持膜上，吸去多余液体，待干燥后，即可用电镜观察。样品颗粒在支持膜上的均匀分散是成功的关键之一。染色剂溶液的pH则是成功的另一关键。一般染色剂的pH应在中性偏酸范围（pH 5～7）,但对不同种类的颗粒材料和染色剂，最适pH也不尽相同。

投影 在真空蒸发器的高真空腔中,加热某些金属至熔化后，金属以细小颗粒沿直线方向蒸发出来。当金属微粒以一定入射角喷镀在载有颗粒材料的载网支持膜表面上时,颗粒向蒸发源的一面即被镀上一层金属薄膜,而背蒸发源的一面及附近区域形成无金属沉积的“阴影”，并且由于各部位散射电子能力存在着差别，这样就能构成具有强烈反差和立体感的电子显微图像。常用于投影的蒸发材料，有金、 铬、 铂、钯以及铂-铱、铂-钯、铂-碳等金属或合金。此外，还可利用电子枪投影装置使钨、钽等高熔点金属以极微细颗粒蒸发，从而获得高分辨率投影。

蛋白质展膜技术用电子显微镜研究核酸分子常用的方法。某些碱性球蛋白，如细胞色素c,可以在低浓度盐溶液或蒸馏水表面展成单分子层，在展开过程中，能为蛋白质的碱性氨基酸侧链基团所吸附的、带负电荷的核酸分子同时展开成完整的线状分子。然后，用带有支持膜（有机膜或碳膜）的载网捞起这些蛋白质──核酸展膜,并用染色或金属投影法提高核酸分子的反差,可在电镜下直接观察核酸分子的形态、DNA的双螺旋结构,并可通过分子长度的测量来计算核酸分子量。

冷冻断裂和冰冻蚀刻技术研究细胞超微结构，特别是生物膜结构的一种独特的样品制备技术。利用快速冷冻方法固定的生物组织块具有刚性和脆性。在对其施加外力后，组织即在结构上结合最薄弱的部位发生“脆性断裂”，这就是“冷冻断裂”。对于生物膜，断裂沿膜内部疏水区发生，从而暴露出膜内部结构。利用投影和复型技术，制备断裂面的复型,然后将组织腐蚀掉,并用载网捞起复型膜，就可用电镜来研究组织断裂表面所显示的细胞的或生物膜内部超微结构。在高于 10毫米汞柱真空度和-100℃温度下，冷冻组织的断裂表面上的冰升华为水蒸汽，而使原表面高度下降，即谓之“冰冻蚀刻”。由于组织各部分结构的含水量不同，冰的升华造成各部分结构的表面高度下降程度有差异，因此冰冻蚀刻的断裂表面的投影、复型所显示的断裂表面形态具有很强的立体感。冷冻断裂和冰冻蚀刻技术，为细胞超微结构，特别是关于细胞联接、细胞融合、细胞分化以及生物膜的通透性的研究提供了许多重要信息。也为流行的生物膜结构模型，即“流动镶嵌模型”的研究提供了有利的证据。

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